ГОСТ 25383-82 (СТ СЭВ 2547-80). Государственный стандарт Союза ССР. Животные сельскохозяйственные. Методы лабораторной диагностики кокцидиоза

(утв. и введен в действие Постановлением Госстандарта СССР от 11.08.1982 № 3154)

(ред. от 27.05.1987)

Утвержден и введен в действие Постановлением Государственного комитета СССР по стандартам от 11 августа 1982 г. № 3154

ГОСУДАРСТВЕННЫЙ СТАНДАРТ СОЮЗА ССР

ЖИВОТНЫЕ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫЕ

МЕТОДЫ ЛАБОРАТОРНОЙ ДИАГНОСТИКИ КОКЦИДИОЗА

Domestic animals. Methods of laboratory diagnostics of coccidiosis

ГОСТ 25383-82 (СТ СЭВ 2547-80)

Группа С79

Постановлением Государственного комитета СССР по стандартам от 11 августа 1982 г. № 3154 срок действия установлен с 01.01.1983 до 01.01.1988.

Разработан Министерством сельского хозяйства СССР.

Исполнители: Б.А. Тимофеев, И.А. Коблова, Л.М. Шалова.

Внесен Министерством сельского хозяйства СССР.

Утвержден и введен в действие Постановлением Государственного комитета СССР по стандартам от 11 августа 1982 г. № 3154.

Настоящий стандарт распространяется на все виды сельскохозяйственных животных и птиц и устанавливает методы лабораторной диагностики кокцидиоза.

Стандарт полностью соответствует СТ СЭВ 2547-80.

1. МЕТОДЫ ОТБОРА ПРОБ

1.1. Для проведения исследований отбирают пробы кала животных, пробы патологического материала, а также пробы подстилки.

1.2 Пробы кала берут от живых и павших животных.

1.2.1. От живых животных пробы кала берут у животных из одного стада, станка или же стаи с учетом числа животных в группе.

Если число животных в группе менее 100, кал берут не менее чем от 20 животных; в группе с числом животных от 101 до 500 — от 10%; с числом животных от 501 до 1000 — от 5% и с числом животных свыше 1000 — от 2% животных.

1.2.2. Кал берут из прямой кишки животного. От каждой головы крупного рогатого скота берут 50 г кала, овец, коз и свиней — 20 г, домашней птицы и кроликов — 10 г.

Отобранные пробы смешивают, получая объединенную пробу.

В случае проведения исследований кала от каждого животного смешивание проб не производят.

Допускается отбирать пробы кала с пола станков, выгулов и т.п.

1.2.3. От павших животных кал берут из конца ободочной кишки или из прямой кишки в количествах, указанных в п. 1.2.2.

1.2.4. Отобранные пробы кала упаковывают в полиэтиленовый пакет или помещают в хорошо закрывающийся сосуд.

До проведения исследований пробы хранят при температуре 2 — 4 °C или консервируют, добавляя 2,5%-ный раствор бихромата калия.

1.3. Пробы патологического материала отбирают при вскрытии павших животных.

Пробы берут из патологоанатомически измененных частей кишки, у кроликов — также из желчного пузыря и паренхимы печени, у гусей — из почек. Если пробы нельзя исследовать сразу, кишку разрезают в продольном направлении и помещают в 2,5%-ный раствор бихромата калия. Из печени кроликов вырезают беловатые очаги и консервируют их тем же способом. Пробы для гистологического исследования хранят в 10%-ном растворе формальдегида.

1.4. Пробы подстилки в зависимости от размера помещения отбирают не менее чем из десяти разных мест в бумажный или полиэтиленовый пакет.

1.5 Ко всем отобранным пробам прилагают сопроводительный документ с указанием:

количества проб;

размера поголовья;

системы содержания;

возраста и пола животных;

категории упитанности;

заболеваемости или смертности;

продолжительности заболевания;

способа проведенной санитарной обработки;

даты взятия материала для исследования.

2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1. Методы определения наличия ооцист в кале

Сущность метода заключается в определении с помощью микроскопа наличия ооцист кокцидий, всплывающих на поверхность раствора с исследуемым материалом.

2.1.1 Аппаратура, материалы и реактивы

2.1.1.1 Для проведения исследования применяют:

микроскоп с окулярным микрометром марки МБИ-3 по ГОСТ 8284-78;

весы лабораторные общего назначения по ГОСТ 24104-80 с наибольшим пределом взвешивания 200 г;

центрифугу с частотой вращения 5000 мин-1;

стаканы стеклянные вместимостью 150 — 200 см3 и 1000 см3 по ГОСТ 25336-82;

чашки стеклянные лабораторные по ГОСТ 25336-82;

стекла предметные по ГОСТ 9284-75 и покровные по ГОСТ 6672-75;

пипетки градуированные исполнений 1, 2, 4, 5, 6 2-го класса точности вместимостью 50 см3 по ГОСТ 20292-74;

посуду лабораторную фарфоровую;

воронки стеклянные по ГОСТ 25336-82;

штатив для пробирок;

петли;

марлю медицинскую по ГОСТ 9412-77;

вату гигроскопическую медицинскую по ГОСТ 5556-81;

фильтры беззольные по ГОСТ 12026-76;

натрий хлористый по ГОСТ 4233-77;

воду дистиллированную по ГОСТ 6709-72.

(п. 2.1.1.1 в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.1.2 Подготовка к исследованию

2.1.2.1 Приготовление флотационного раствора

К 1 дм3 горячей воды добавляют 400 г хлористого натрия, тщательно размешивают, выдерживают 30 мин и фильтруют через вату или складчатый фильтр в чистую склянку. Плотность флотационного раствора должна составлять 1,3 г/см3.

(п. 2.1.2.1 в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.1.2.2. Исключен с 1 января 1988 года. - Изменение № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714.

2.1.3 Проведение исследования

2.1.3.1. Из пробы выделяют навеску кала массой 3 — 5 г, помещают навеску в ступку, заливают 15 — 20 см3 воды, размешивают до жидкой консистенции и процеживают через марлю в центрифужные пробирки.

Пробирки центрифугируют в течение 5 мин с частотой вращения 5000 мин-1. Жидкую часть сливают, затем добавляют 10 см3 флотационного раствора, тщательно перемешивают палочкой и повторно центрифугируют. При помощи петли из каждой пробирки берут по три капли раствора, наносят на предметное стекло и накрывают покровным стеклом. Определяют наличие ооцист под микроскопом. После проведения одного исследования петлю обжигают.

(п. 2.1.3.1 в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.2. Метод определения количества ооцист в кале

2.2.1 Аппаратура, материалы и реактивы

2.2.1.1. Для проведения исследования применяют аппаратуру, материалы и реактивы, указанные в п. 2.1.1, и дополнительно счетную камеру Горяева.

(в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.2.2 Проведение исследования

2.2.2.1. Взвешивают 5 г кала, взятого из отобранной пробы, и тщательно размешивают в ступке с 45 см3 воды. Полученную суспензию фильтруют через один слой марли, осадок отбрасывают. 10 см3 фильтрата помещают в центрифужную пробирку и центрифугируют в течение 5 мин с частотой вращения 5000 мин-1. Жидкую часть сливают, к осадку добавляют 10 см3 флотационного раствора, тщательно перемешивают и еще раз центрифугируют в течение 5 мин с частотой вращения 5000 мин-1. Из пробирки снимают при помощи петли поверхностный слой жидкости и в счетной камере Горяева подсчитывают количество ооцист во всех 225 квадратах. Для определения количества ооцист в 1 г кала подсчитанное в камере Горяева число ооцист умножают на 1111.

(п. 2.2.2.1 в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.2.3 Обработка результатов

2.2.3.1. У домашней птицы наличие 50000 ооцист на 1 г кала не влияет на зоотехнические показатели цыплят, обнаружение более 100000 ооцист на 1 г кала свидетельствует о заражении средней степени, обнаружение ооцист в количестве более 300000 на 1 г кала — о высокой степени заражения и малой эффективности применяемого препарата.

У крупного рогатого скота и овец наличие до 1000 ооцист в 1 г кала свидетельствует о низкой степени заражения, до 5000 — о средней степени заражения, более 5000 — о высокой степени заражения.

У кроликов наличие до 10000 ооцист на 1 г кала служит признаком низкой степени заражения, до 100000 — высокой степени заражения, более 100000 — очень высокой степени заражения.

(п. 2.2.3.1 в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.3. Метод исследования павших или убитых животных

(в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

Сущность метода заключается в выявлении и определении с помощью микроскопа различных стадий кокцидий в пробах, взятых при патологоанатомическом вскрытии животных. У животных исследуют желудочно-кишечный тракт, при этом учитывают наличие в крови патологоанатомических изменений, локализацию, а также размер, форму, цвет, структуру стадий развития.

2.3.1 Аппаратура и реактивы

2.3.1.1 Для проведения исследования применяют:

ножницы по ГОСТ 21239-77;

пинцеты по ГОСТ 21241-77;

чашки лабораторные стеклянные по ГОСТ 25336-82;

(в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

пипетки пастеровские;

натрий хлористый по ГОСТ 4233-77;

воду дистиллированную по ГОСТ 6709-72.

2.3.2 Проведение исследования

2.3.2.1. Исследуемые части кишок кладут в чашки Петри или другую посуду и разрезают в продольном направлении. Несколько капель содержимого кишки разбавляют на предметном стекле физиологическим раствором, накрывают покровным стеклом и рассматривают под микроскопом. Можно также соскабливать краем предметного стекла слизистую оболочку пораженной кишки. Соскоб разбавляют физиологическим раствором и рассматривают под микроскопом для установления наличия мерозоитов, шизонтов или гамет кокцидий.

(в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

У павших кроликов исследуют беловатые очаги в печени и содержимое желчного пузыря на наличие ооцист кокцидий Eimeria. Очаги разрезают и с помощью пастеровской пипетки наносят их содержимое на предметное стекло. Накрыв препарат покровным стеклом, рассматривают его под микроскопом. Аналогичным образом поступают и с поражениями почек гусей.

2.3.3 Обработка результатов

2.3.3.1. Для своевременной диагностики кокцидиоза у домашней птицы подсчет ооцист проводят один раз в 7 дней, начиная с двух-, трехнедельного возраста цыплят. Из каждой группы вскрывают по 4 — 6 ослабленных птиц. Исследуют соскобы со слизистой и содержимое кишечника в месте перехода двенадцатиперстной кишки в тощую, середины тонкого отдела кишечника и слепых кишок. Несколько капель наносят на предметное стекло, разбавляют водой и накрывают покровным стеклом. Просматривают под микроскопом 20 полей зрения, определяют среднее количество ооцист на одно поле зрения и проводят идентификацию кокцидий вида Eimeria в соответствии с ключом идентификации, представленном на схеме. В зависимости от клинических проявлений, степени и характера изменений отделов кишечника, локализации поражения и стадий развития кокцидий определяют виды ооцист E. tenella, E. necatrix, E. acervulina, E. maxima, E. praecox (см. схему).

КЛЮЧ И ИДЕНТИФИКАЦИИ ВИДОВ Eimeria ЦЫПЛЯТ

Наименование показателя	Характеристика
Клинические признаки	Кровотечения				Кровотечений не отмечено
Патологические изменения	Глубокие эрозии эпителия				Слизистый энтерит			Слизистонекротический энтерит
Отдел кишечника	Слепые кишки		Тонкая кишка		12-перстная верхний отдел тонкой кишки			Средний отдел тонкой кишки		Нижний отдел тонкой кишки
Наличие в мазке развивающихся стадий кокцидий	Большие шизонты		Большие шизонты		Гаметоциты и мелкие ооцисты в большом количестве			Гаметоциты и большие желтоватые ооцисты		Гаметоциты или ооцисты
Дополнительные признаки	Казеозная масса в слепых кишках большое количество ооцист		Слепые кишки без изменений		Слабое заражение характеризуется наличием беловатых раздельных фокусов, сильное — слиянием поражений и распространением по кишечнику			При сильном заражении видимые геморрагии и некрозы		Беловатый энсудат и казеозные массы в тяжелых случаях некроз нижнего отдела кишечника
	При слабом заражении сероватые или красноватые поражения стенки кишок без видимой крови
	E. tenella		E. necatrix		E. acervulina			E. maxima		E. praecox

(п. 2.3.3.1 в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.3.4 Оценка результатов

(п. 2.3.4 введен Изменением № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.3.4.1. Наличие ооцист видов E. acervulina менее 50 и ооцист E. tenella, E. necatrix, E. maxima менее 5 кокцидий в поле зрения — признак низкой степени заражения.

При установлении разных стадий развития кокцидий в большом количестве у павших птиц или животных кокцидиоз считают причиной падежа.

(п. 2.3.4.1 введен Изменением № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.4. Метод исследования подстилки на наличие ооцист кокцидий

Сущность метода заключается в подсчете количества ооцист в 1 г подстилки и определении по данным подсчета тяжести клинического течения кокцидиоза и резистентности кокцидий к используемому антикокцидиозному препарату.

2.4.1 Аппаратура, материалы и реактивы

2.4.1.1. Для проведения исследования применяют аппаратуру, материалы и реактивы, указанные в п. 2.1.1.

(в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.4.2 Проведение исследования

2.4.2.1. Пробу подстилки хорошо перемешивают и взвешивают 100 г. Заливают 1 дм3 воды, выдерживают до набухания содержимого и тщательно размешивают. Полученную суспензию фильтруют через марлю, осадок отбрасывают. Фильтрат тщательно перемешивают и отбирают 100 см3 в центрифужную пробирку. Центрифугируют в течение 5 мин с частотой вращения 5000 мин-1. Жидкую часть сливают, к осадку добавляют 50 см3 флотационного раствора, тщательно перемешивают и центрифугируют в течение 5 мин с частотой вращения 5000 мин-1. Из пробирки снимают при помощи петли поверхностный слой и в счетной камере Горяева подсчитывают количество ооцист во всех 225 квадратах. Полученное число ооцист умножают на 5555 и определяют количество ооцист в 1 г подстилки.

(п. 2.4.2.1 в ред. Изменения № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714)

2.4.3. Исключен с 1 января 1988 года. - Изменение № 1, утв. Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.1987 № 1714.

2.4.3.1. Определение вида кокцидий проводят согласно соответствующему определителю.

При наличии до 5000 ооцист E. acervulina в 1 г подстилки не придают им никакого клинического значения. Наличие до 5000 ооцист E. tenella или E. necatux в 1 г подстилки свидетельствует о слабом течении кокцидиоза у содержавшихся на этой подстилке цыплят или же о снижении действия используемого кокцидиостатика. Наличие 1000 ооцист E. maxima в 1 г подстилки свидетельствует о клиническом течении кокцидиоза и недостаточной эффективности антикокцидиозного препарата.

2.5. Метод установления интенсивности инфекции

2.5.1 Проведение исследования

2.5.1.1. Интенсивность инфекции ооцистами Eimeria или другими формами развития этого рода устанавливают подсчетом их в микроскопическом препарате и делением полученного числа на 3.

2.5.2 Обработка результатов

2.5.2.1. Подсчитанное число ооцист делят на 3. Это число будет равным числу паразитов в 1 г кала. В зависимости от этого для самых патогенных видов Eimeria устанавливают следующие степени интенсивности инфекции:

слабая инфекция (+) — 1 - 10 ооцист на 1 г кала;

средняя инфекция (+ +) — 11 — 100 ооцист на 1 г кала;

сильная инфекция (+ + +) — больше 100 ооцист на 1 г кала.

При оценке интенсивности инфекции следует учитывать не только наличие ооцист различных видов Eimeria, но и присутствие других паразитов.

---